全基因組擴增方法于1992年開發（1，2），是一種增加有限的DNA樣本的數量的方法。法醫和基因疾病研究中的DNA的量非常有限，又要進行多重分析應用，因此這種技術非常有用。目前已有很多種WGA技術問世，彼此之間在實驗方案、擴增的準確程度和易用性方面存在差異。
基于PCR的全基因組擴增
有三種主要的基于PCR的WGA技術。它們分別是簡并寡聚核苷酸PCR（DOP–PCR）（1），引物延伸預擴增（PEP）（2）或者相關的衍生方法，以及適配子連接PCR。這些技術之間的主要區別是，PEP技術使用預擴增步驟將引物結合位點加到DNA片段上去，以用于后續的WGA實驗，而適配子連接PCR使用連接到DNA片段上的適配子做為PCR的引物結合位點。PEP技術使用隨機的引物和較低的PCR退火溫度。DOP–PCR技術使用半簡并的寡聚核苷酸（即CGACTCGAGNNNNNNATGTGG）和較高的退火溫度，但是這種技術目前已經很少使用了。在這兩種技術中使用的Taq DNA聚合酶，將片段大小限制在3 kb（平均的片段大小是400–500個核苷酸大?。?，并且在序列中引入了很多錯誤。除此之外，已經發現這些技術不能完整地覆蓋基因組，并且擴增是偏性的——在擴增的DNA中，一個序列的特定區域可能與引物優先結合而導致其被高估。
多重置換擴增WGA
多重置換擴增（MDA）使用隨機六聚物與變性的DNA結合，然后在恒定的溫度下，使用Phi29聚合酶進行鏈置換合成。在每一條被置換的鏈上發生的額外的引導事件，可能會產生分支DNA結構。
由于Phi29聚合酶不從基因組DNA模板上解離，使得生成的DNA片段能延長到100 kb左右，并且序列是無偏差的。這個酶具有3’–5’的核酸外切酶標定活性，其錯誤率比基于Taq DNA聚合酶的方法低大約1000倍。
基于PCR的WGA方法（比如，PEP和適配子連接PCR）會受到DNA二級結構的影響。這些結構會導致酶滑序（4）或者從模板上解離，從而導致出現非特異性的擴增產物，不能完整覆蓋遺傳位點和不能用于下游分析的短DNA片段（短于1 kb）（5）。與此相反，鏈置換聚合酶Phi29消除了DNA的二級結構，因而能夠準確并且均勻的擴增基因組序列。使用高度續進性的Phi29聚合酶得到的長DNA片段，確保了Phi29擴增得到的DNA覆蓋了整個基因組，連貫并且無偏地擴增所有遺傳位點。
無偏差的擴增
使用高度續進性的Phi29聚合酶得到的長DNA片段確保了Phi29擴增得到的DNA覆蓋了整個基因組，連貫并且無偏地擴增所有遺傳位點。
在有偏的研究中，使用MDA、DOP–PCR和PEP技術對不同數量的基因組DNA進行擴增（0.3–300 ng）。使用定量檢測real-time PCR確定8個遺傳位點相對的表達量。通過與1 μg未擴增的對照DNA作比較，可以確定遺傳位點的表達。
由于未消除的二級結構會導致不同位點的不等同擴增，基于PCR的WGA方法（比如DOP–PCR或者PEP）經常會導致遺傳位點丟失。MDA具有最好的DNA擴增覆蓋效果，并且將遺傳位點丟失的風險降到了最低。
WGA中DNA變性的重要性
完整的長片段DNA能保證下游實驗的高敏感性，是成功的WGA實驗的理想模板。使用擴增的，片段化的DNA的實驗，其敏感性和可靠性較差，這是由于靶標位點的DNA斷裂風險增大。為了得到最佳的結果，模板DNA充分變性非常重要。但是在95°C條件下的熱變性會損傷模板DNA，導致不完整的和連貫性較差的遺傳位點呈遞。堿性條件下的DNA變性回避了這些問題，以保證擴增覆蓋整個基因組，并具有一致性和最低的序列偏倚。
應該避免DNA在95°C環境下的變性，因為這不僅會影響位點覆蓋，而且會使Phi29從DNA模板上永久的解離下來，而影響MDA擴增得到的DNA產物的長度。通常而言，Phi29聚合酶能夠復制長達100 kb的序列，而不從基因組DNA模板上解離下來。使用MDA擴增得到的DNA產物的大小的在2 kb至100 kb范圍內，平均長度超過10 kb。因此，MDA擴增技術得到的DNA，對于需要長DNA片段的下游應用是非常理想的（比如RELP分析和Southern印跡）。
單細胞WGA
為了確保單細胞WGA使用了完整的基因組，應該在WGA反應中加入未受損的完整細胞。由于每一個DNA的斷裂都會導致該位點的序列信息丟失，MDA是擴增整個基因組的最合適的方法。這一反應可用于全基因組擴增實驗，是由于Phi29聚合酶能夠復制長達100 kb的序列，而不從基因組DNA模板上解離下來。
在一項研究中，使用MDA技術擴增單個細胞的基因組DNA（3個復本）。在單細胞WGA實驗中，大約產生了40 μg DNA。將單細胞WGA實驗得到的DNA與1000個細胞的WGA實驗得到的DNA，以及未擴增的全基因組測序DNA相比較。全基因組測序使用2 μg DNA，并使用illumina MiSeq儀器進行（WGA–DNA或者未擴增的基因組DNA）。gDNA和單細胞擴增的DNA具有相似的序列覆蓋度。未擴增的和REPLI–g擴增的DNA具有非常低的，相似的錯誤率。
處理片段化的DNA
MDA技術要求基因組DNA片段的平均長度大約為2 kb，以便無偏差的擴增DNA。盡管可以將片段連接起來得到更長的DNA，只要一些DNA片段的長度大于2 kb，片段化的DNA和低質量的DNA也能使用。這是因為隨機片段化的DNA包含了所有位點的多個無損的拷貝。但是為了保證對位點的精確覆蓋，應該增加模板DNA的起始量。
處理固定的組織樣本：FFPE組織中的DNA
福爾馬林固定是在石蠟包埋（FFPE）中保存組織樣本的最常用的技術。這種技術通過交聯生物分子，確保組織的結構和細胞的形態被保留下來。不同的組織類型需要不同的固定流程：柔軟連續的組織，比如乳房組織樣本，通常需要較長的固定步驟以保存組織形態。更長的固定時間可能會導致兩個結果：
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生物分子之間的交聯程度更高
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DNA的破碎程度更高——導致幾百個堿基長度的小DNA片段
DNA的片段化減少了PCR可以檢測到的基因組的量，因此對下游的實驗具有很大影響。
盡管目前沒有簡單的方法能確定樣本中的交聯程度，對FFPE樣本中分離出來的DNA進行凝膠電泳能給出關于DNA的質量的有價值的線索。
影響基于PCR的分析和后續的MDA實驗的關鍵因素
使用PCR技術從石蠟包埋組織中檢測特定的遺傳位點受到以下因素的影響：
拷貝數：DNA的量越多，基因組的拷貝數目也越多，經過整個基因組擴增之后，PCR檢測到特定遺傳位點位的可能性也就越大。但是，石蠟包埋樣本中DNA的定量檢測會受到與DNA共同分離出來的很多污染物的影響。使用紫外光掃描法能確定污染物。相反的，單獨測定260 nm處的吸光度（A260），而不使用紫外光掃描（220到320 nm范圍內的吸光度），會高估DNA的濃度。高估PCR或者其他下游實驗中輸入的DNA的量，可能會觀察到比較差的結果。
交聯：DNA樣本的交聯程度越高，擴增反應（比如全基因組擴增）的結果越差。
擴增子大?。?/strong>基于PCR分析FFPE處理的DNA時，所用到的擴增子越小，檢測到特定的遺傳位點的可能性越大。完整的DNA的real-time PCR 實驗與石蠟組織包埋的樣本實驗比較說明，增大擴增子會顯著降低可檢測的基因組的數量。
WGA應用
MDA技術擴增的全基因組DNA適用于：
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二代測序
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使用芯片進行基因分型檢測
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比較基因組雜交研究（CGH）
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單核苷酸多態性（SNP）基因分型檢測
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Sanger測序
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STR微衛星分析
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單體基因分型檢測
參考文獻
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Telenius, H., Carter, N.P., Bebb, C.E., et al. (1992) Degenerate oligonucleotide-primed PCR: general amplification of target DNA by a single degenerate primer. Genomics 13, 718.
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Zhang, L., Cui, X., Schmitt, K., et al. (1992) Whole genome amplification from a single cell: Implications for genetic analysis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89, 5847.
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Rosenthal, A., and Jones, D.S. (1990) Genomic walking and sequencing by oligo-cassette mediated polymerase chain reaction. Nucleic Acids Res. 18, 3095.
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Viguera, E., Canceill, D., Ehrlich, S.D. (2001) Replication slippage involves DNA polymerase pausing and dissociation. EMBO J. 20, 2587
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Dean, F.B. et al. (2002) Comprehensive human genome amplification using multiple displacement amplification. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99, 5261.
